山羊妊娠毒血症组织学变化观察

摘要：山羊妊娠毒血症是以母羊表现反应迟钝、食欲减弱、卧地不起和颈部侧偏等临床症状为主的妊娠疾病。本次试验研究目的在于揭示妊娠毒血症山羊肝脏、瘤胃及除直肠外各段肠道组织的病理变化。选取安徽某羊场内6只疑似患有妊娠毒血症的母羊为试验组，同时选取6只妊娠同期的健康母羊作为对照组。在清晨饲喂前采血进行生化检测，对生化检测结果进行分析；同时对休克昏迷的母羊进行解剖，收集肝脏、瘤胃和各肠段组织制片。生化检测结果显示，病羊血清的葡萄糖含量降低，血钙含量显著降低而β-羟丁酸含量显著升高；组织切片显示，肝脏组织空泡化严重，瘤胃乳头变小，各肠段组织的黏膜上皮细胞脱落，固有层裸露及不同程度的血管扩张淤血，并伴有淋巴细胞浸润。以期为研究山羊妊娠毒血症发病规律，找寻治疗方式提供研究基础。

关键词：妊娠毒血症；山羊；病理变化；肠道组织

引言

随着养殖业的迅速发展，企业的饲养模式也逐渐从传统的散养和放牧模式转变为集约化全年圈舍饲养模式。集约化养殖模式可有效提高企业的养殖效率和经济效益，因此近几年集约化养殖在我国全面推进，但它的弊端也不可忽视。近年来，在集约化养殖场中，营养代谢性疾病的发生率较高，其中以妊娠毒血症最为突出。山羊妊娠毒血症是集约化养殖模式下一种常见的营养代谢性疾病，多发生在母羊的妊娠后期，尤其是高龄并怀有双胎或多胎的母羊[1]。研究表明，妊娠毒血症的发病几率在5%-20%，而未经治疗的动物死亡率可以达到80％[2]。因此该病对我国养羊企业造成了严重的经济损伤，对我国畜牧养殖业的发展起到了严重的制约作用。

山羊妊娠毒血症一般是在妊娠后期由于机体无法维持能量稳态，进入能量负平衡的过程，常见于怀孕母畜以及多胎母羊。羊妊娠毒血症主要发生于妊娠晚期，尤其是怀有双胎或多胎的母羊身上。研究发现，与维持水平相比，怀有单胎或双胎母羊的能量需求分别增加了150%和200%[3]。由于胎儿在妊娠后期的快速生长，使子宫体积快速扩大，从而压缩了瘤胃的体积，导致母羊的饲料摄入量减少，供给机体的能量也相应地减少；尤其是携带双胎或多胎的母羊，需要的能量更多而瘤胃体积被压缩的更小[4]。山羊妊娠毒血症发生的主要因素包括多胎、摄入能量不足、饲料水平下降、运动量不足、遗传因素、肥胖、寄生虫以及各种应激因素[5, 6]；以低血糖、高血酮、母体虚弱和失明等为特征，临床上可以观察到患病母羊出现食欲减退、粪便稀少、精神沉郁、反应迟钝、颈部侧偏等症状；出现神经症状的母羊通常在1-3日内死亡，而少数未死亡的母羊在分娩时往往发生难产现象，且产出的羔羊体质较弱，在高酮血症和代谢性酸中毒等因素的影响下而死亡[7]。本病的治疗原则是护肝、补液、补糖、降血酮、促进代谢、缓解酸中毒[8, 9]。Xue等人研究发现，在饲料中添加甘油或氯化胆碱可以抵消能量负平衡引起的母羊代谢紊乱[10]。对于症状严重的妊娠母羊可以进行引产手术或剖腹产手术来缓解母体的能量负平衡。虽然山羊妊娠毒血症的详细发病机制还不清楚，但本质上就是母体摄食量与能量之间的平衡被打破[11]；也有研究人员表示，该病是由于母体所摄入的能量不能满足胎儿生长发育所需的葡萄糖而导致母体能量代谢紊乱。当妊娠山羊营养不良时，机体的代谢机制出现紊乱，无法使血糖维持正常水平，机体动员脂肪组织和氨基酸等物质，参与机体能量供应及葡萄糖的合成，产生大量酮体蓄积在体内是血酮浓度升高，机体出现低血糖和高血酮症[12]。

之前的学者研究发现，自然发病山羊的肝脏组织空泡化，即脂肪变性，窦状隙扩张，内充满红细胞[13]；肾脏的小管上皮细胞肿胀,颗粒变性,脱落,细胞核崩解、消失,形成空泡[14, 15]；肾上腺的上皮细胞颗粒变性,细胞核变性、浓缩、崩解、消失[14, 15]；神经组织出现部分空泡化、细胞核碎裂消失、Nissl小体减少等病理变化[15, 16]。Xue等人通过限制饲喂造模山羊妊娠毒血症模型，解剖模型山羊后取母体肝脏、瘤胃、结肠组织和胎儿肝脏组织制片观察。肝脏切片显示，肝脏组织内有大量脂肪液泡，细胞核被脂肪液泡挤出并失去其基本形状，内质网发生扩张[17]。瘤胃组织切片显示，营养不良降低了瘤胃腹侧囊内乳头的长度、宽度和表面积，乳头密度正常，瘤胃及瘤胃乳头的表面积均减小[18]。结肠组织的上皮细胞排列紊乱无规则，并有轻度脱落的现象[19]。就目前发表的文章而言，除结肠外，对于其他肠段组织发生了何种病理变化病不清楚。先前的研究注重通过限制饲喂造模山羊妊娠毒血症，但山羊模型与自然发病的山羊不具有可比性；真正自然发病的山羊可能是由于长时间的营养不良以及应激等多因素引发的，而不是单纯的摄食量不足、营养不良所引起的。

本研究主要通过选取安徽某羊场自然发病的六只疑似妊娠毒血症山羊和六只同妊娠毒血症怀孕月龄相近的健康母羊为研究对象。对疑似妊娠毒血症母羊进行颈静脉采血之后离心，进行血清生化指标检测；同时对发病死亡的妊娠母羊进行解剖，收集组织制作切片进行观察。希望通过本次试验，可以了解山羊患有妊娠毒血症后肝脏、瘤胃和肠道都发生了何种病理变化，以期为探寻本病的发病规律和找寻治疗方式提供一些研究基础。

　1材料与方法

　　1.1材料

　　1.1.1试验动物

本次试验在安徽某羊场内进行，共选取12只母羊进行试验。选取6只疑似患有妊娠毒血症的山羊为试验组（PT组），同时选取6只同妊娠毒血症山羊怀孕月龄相近的健康母羊（NC组）为对照组，试验所选取的山羊均为一岁半左右。试验羊统一饲养管理，自由饮水，尽量提供相同的环境温度、湿度、饲料量。

　1.1.2主要试剂

主要试剂见表1.1。

表1.1主要试剂

1.1.3仪器设备

主要仪器见表1.2。

表1.2 主要仪器

　1.2方法

　　1.2.1样本的采集与保存

①血液样本采集

试验期间，每日清晨饲喂前对试验组和对照组共12只妊娠母羊进行血液样品采集。采用颈静脉采血方式，使用一次性采血贮血器，每只羊采血4 mL；将采集到的血液放入离心管中，在离心机中以3000r/min离心10 min分离出血清，然后使用移液枪将血清分装到1.8 ml的冻存管中，立即投入液氮罐，带回实验室保存在超低温冰箱中。

②组织样本采集

对因病休克昏迷的病羊进行解剖，分别取肝脏、瘤胃、十二指肠、空肠、回肠、盲肠和结肠组织样，并用磷酸缓冲盐溶液（PBS）冲洗，清除表面的血液、粘液及杂质；清洗后将组织样放入多聚甲醛溶液中固定，带回实验室常温保存。

1.2.2血清生化指标测定方法

使用迈瑞BS-420全自动生化分析仪，将适量分离的血清和反应所需的生化试剂放入仪器中，在充分反应后按吸光数值对应光波长的不同，读取不同的数值，按这一原理即可测得19个生化指标。

　1.2.3组织学病理切片制作方法

石蜡切片制作过程如下：

①取材：新鲜组织置于多聚甲醛固定液中固定 24h小时以上。从固定液取出组织样品，用外科手术刀修整目的组织，并将修切好的组织标签对应好后放于脱水盒内。

②脱水浸蜡：将脱水盒放进脱水机内依次梯度酒精进行脱水。酒精浓度分别为75%、85%、90%、95%，时间分别为4h、2h、2h、1h；再用无水乙醇脱水两次，每次30分钟。在组织浸蜡前，先进行透明，用二甲苯代替乙醇，解决石蜡与乙醇亲和力较差的问题；先将组织浸在醇苯溶液中5-10分钟，再用二甲苯溶液浸润两次，每次5-10分钟。然后，将组织放在融化的石蜡中浸蜡，65℃融化石蜡浸蜡1h，重复此步操作3次。

③包埋：使用包埋机将浸蜡后的组织包埋。将蜡块放入包埋框融化，然后取出浸蜡后的组织放入含有融化石蜡的包埋框内。包埋框置于-20℃冷冻台冷却凝固，蜡凝固后将蜡块从包埋框中取出用刀对蜡块进行修正。

④切片：将修整好的蜡块，放入-20℃冷冻台冷却，然后用石蜡切片机将其切成4μm厚的切片。切片漂浮于摊片机 40℃温水上使组织切片充分展平，载玻片将组织捞起，60℃ 烘箱内烤片，水烤干蜡烤化后取出常温保存备用。

苏木素-伊红染色过程如下：

①石蜡切片脱蜡至水：将石蜡切片放入二甲苯溶液中脱蜡20min，重复操作两次。再将组织切片依次放入无水乙醇I、无水乙醇II和75%酒精中覆水，每次5min，然后用自来水冲洗，重复操作3次。

②苏木素染色：切片入苏木素染液染3-5min，自来水冲洗，分化液（1%的盐酸酒精）分化几秒，自来水冲洗，返蓝液（0.6%氨水）返蓝，流水冲洗。

③伊红染色：切片依次用85%、95%的梯度酒精脱水各5min，再用伊红染液染色5min。

④脱水封片：将切片放入无水乙醇中脱水5分钟，重复此操作3次。再将脱水后的切片放入二甲苯溶液中透明5min，重复两次。然后使用中性树胶对染色后的切片进行封片。

⑤使用显微镜镜检，分析图像。

　1.2.4统计分析

收集实验数据，使用SPSS 23.0进行单因素方差分析；分析结果以“平均数±标准差”表示，P值设为0.05（P＜0.05为显著性差异，P＞0.05为不显著差异）。

　　2结果与分析

　　2.1 山羊妊娠毒血症的诊断

　　2.1.1 疑似妊娠毒血症山羊的临床症状

本次试验所研究的六例疑似患有妊娠毒血症的山羊，在发病早期表现出现食欲不振、精神萎靡、反应迟钝、对周围的刺激反应减弱、驱赶运动时掉队等症状；病羊的眼睛出现视力减退、瞳孔散大以及角膜反射消失等症状，但病羊的体温无明显变化。随着疾病进程的发展，疑似患病山羊出现食欲废绝、磨牙、反刍减弱甚至停止等症状。病羊在圈舍内孤立离群、呆立不动或卧地不起（图2.1A），甚至彻底瘫痪，完全丧失运动能力。除此之外，部分患病山羊在疾病后期出现粪便稀少、呼吸困难等症状，呼出的气体以及排泄物可以闻到烂苹果的味道。症状严重时，部分母羊出现运动失调，步态不稳，或做转圈运动；也有母羊出现严重的神经症状，头颈向腹肋部弯曲或高举后仰（图2.1B），多数在1-2天内即死亡。患病母羊在临死前，机体因长时间营养不良已经极度虚弱，母羊陷入休克昏迷状态，全身肌肉痉挛，四肢做不随意运动。即使病羊没有死亡，在分娩时也常出现难产的情况，产出的胎儿常常因高酮血症等因素的影响而体虚甚至死亡。

解剖病羊尸体观察发现，与妊娠同期的健康母羊相比，患有妊娠毒血症母羊的肝脏体积肿大，表面呈现深黄色，肝脏边缘肿胀圆润质地脆弱易碎，触之有油腻感（图2.1C），仔细观察可以看见肝脏表面出现区域性变性，呈现大面积红黄相间的的纹理（图2.1D）；胆囊也轻微肿大（图2.1C）。

　　图2.1 疑似妊娠毒血症山羊的临床症状和肝脏观察

注：图A疑似患病母羊卧地不起；图B疑似患病母羊出现神经症状，头颈向腹肋部弯曲；图C患病母羊的肝脏肿大，表面泛黄，胆囊肿大；图D肝脏表面呈现红黄相间的纹理，出现区域性变性。

　2.1.2疑似妊娠毒血症山羊的血清生化结果分析

从表2.1可以看出，与健康的妊娠母羊相比，疑似患有妊娠毒血症母羊的血清中谷草转氨酶含量（AST）显著升高（P＜0.05）。疑似妊娠毒血症山羊血清中β-羟基酸（B-HB）含量极显著高于对照组（P＜0.01）。疑似妊娠毒血症山羊血钙（Ca）含量极显著降低（P＜0.01）。疑似妊娠毒血症山羊葡萄糖（GLU）水平低于对照组，但差异不显著（P＞0.05）。其余15个生化指标与对照组均无明显差异。

表2.1 PT组和NC组山羊血清生化结果表

　　2.2综合诊断结果

试验所选取的疑似妊娠毒血症山羊，在研究过程中表现出山羊妊娠毒血症典型临床症状——精神沉郁，食欲废绝，卧地不起，粪便稀少，呼吸困难，呼出烂苹果味的气体以及肌肉痉挛和头偏向一侧等神经症状[20]。解剖病羊尸体发现，病羊的肝脏组织肿大泛黄，触之有油腻感，肝脏表面有局部出血和区域性脂肪变性；而且肝脏组织的切片结果显示，肝脏组织空泡化严重，瘤胃乳头变小但乳头密度不变，各肠段组织形态学发生改变，黏膜层大面积黏膜上皮细胞脱落，部分区域固有层裸露，可见大量淋巴细胞浸润浸润。结合血清生化检测结果，疑似妊娠毒血症母羊的血钙（Ca）水平显著低于对照组（P＜0.05），而β-羟丁酸（B-HB）和谷草转氨酶（AST）的水平显著高于对照组（P＜0.05），并且血清葡萄糖（GLU）水平也低于对照组，但差异不显著（P＞0.05）。

根据临床诊断指标，β-羟丁酸浓度大于1.6 mmol/L被认为患有严重的妊娠毒血症[21]。综上所述，本试验选取采集的样品均为妊娠毒血症发病羊。

　2.3妊娠毒血症山羊的组织样病理切片分析

　　2.3.1肝脏组织切片分析

在显微镜下观察肝脏组织切片，视野内出现大量空泡（图2.2A）。空泡存在于肝细胞间和肝细胞胞浆内；窦状隙扩张，间隙内充满红细胞；肝细胞胞浆中出现大小不一的圆形空泡，细胞核被挤在一侧，且胞核因挤压而发生形状变化（图2.2B）。

　　图2.2 病羊肝脏组织切片（苏木素-伊红染色）

注：黑色箭头指的是红细胞；红色箭头指的是肝细胞内空泡；绿色箭头指的是肝细胞的细胞核。

　2.3.2瘤胃组织切片分析

观察瘤胃组织切片发现，瘤胃乳头变小（图2.3A），但乳头密度无明显变化，未发现其他明显的病理变化及形态学变化（图2.3B）。

　　图2.3 病羊瘤胃组织切片（苏木素-伊红染色）

注：红色箭头所指为瘤胃乳头。

　2.3.3小肠组织切片分析

剖检过程中，收集十二指肠、空肠和回肠组织样，制片染色后在显微镜下观察。观察组织切片发现，十二指肠组织黏膜层大面积的黏膜上皮细胞脱落（图2.4A），少数区域固有层裸露；固有层中肠腺排列较稀疏，多见血管淤血扩张，可见大量淋巴细胞（图2.4B）。空肠组织黏膜层上皮细胞大量剥落，固有层裸露，肠腺在固有层内排列松散（图2.4C），与十二指肠相较，少见血管扩张淤血，可见大量的淋巴细胞（图2.4D）。回肠组织黏膜上皮细胞排列紊乱，有大面积脱落现象（图2.4E）；固有层裸露，且肠腺排列疏松，少见血管淤血扩张，有大量淋巴细胞浸润（图2.4F）。

　　图2.4 病羊小肠组织切片（苏木素-伊红染色）

注：图A和图B为十二指肠组织切片镜检图像；图C和图D为空肠组织切片镜检图像；图E和图F为回肠组织切片镜检图像。黑色箭头所指为肠道组织固有层裸露部位，红色箭头所指是淋巴细胞；绿色箭头所指为血管扩张淤血。

　2.3.4大肠组织切片分析

本次试验取材时，只收集了盲肠段和结肠段组织，制片染色后观察。显微镜下观察发现，盲肠组织黏膜上层细胞排列紊乱、疏松，大肠腺发达，但大肠腺排列疏松（图2.5A）；部分区域固有层裸露，多见血管扩张淤血，可以看到大量的淋巴细胞 (图2.5B)。结肠组织的上皮细胞排列无序、不规则，且较为松散，黏膜层发现大面积上皮细胞脱落（图2.5C），固有层内少见血管扩张淤血，可见大量淋巴细胞浸润（图2.5D）。

图2.5 病羊大肠组织切片（苏木素-伊红染色）

注：图A和图B为盲肠组织切片镜检图像；图C和图D为结肠组织切片镜检图像。黑色箭头所指为肠道组织固有层裸露部位，红色箭头所指为淋巴细胞；绿色箭头所指为血管扩张淤血。

　3讨论

虽然妊娠毒血症是一种研究较多的疾病，但现有的信息主要集中在疾病的临床症状、诊断和治疗措施及防控措施上，且大部分研究的都是绵羊。本文主要以妊娠山羊为研究对象，研究患病山羊的肝脏、瘤胃及肠道组织的病理变化。

3.1妊娠毒血症对山羊血清生化指标的影响

妊娠毒血症是常出现在怀有双胎或多胎母羊妊娠后期的一种营养代谢性疾病。妊娠后期，机体出现能量负平衡时，机体用于维持碳水化合物和能量供给的机制被破坏性的负反馈调节机制所取代，导致机体出现低血糖和高血酮症[12]。临床上诊断该病时，实验室生化指标检测结果具有重要作用。

试验结果显示，与妊娠同期的健康山羊相比，患有妊娠毒血症山羊血清中谷草转氨酶含量（AST）显著升高，β-羟丁酸（B-HB）含量极显著升高，血钙（Ca）含量极显著降低，血清葡萄糖（GLU）浓度低于对照组，但差异不显著。其余15个生化指标与对照组均无明显差异。何生虎等人研究发现和对照组相比妊娠毒血症湖羊谷丙转氨酶（ALT）、谷草转氨酶（AST）和β-羟丁酸（B-HB）含量均显著升高，葡萄糖（Glu）和钙（Ca）含量显著降低[22, 23]，本次试验结果与其基本一致。谷草转氨酶（AST）是判断反刍动物肝功能的良好指标，肝脏组织学病变的程度与AST含量呈正相关[24]。研究发现，血清中AST含量升高是由于机体能量不足，动员大量脂肪组织，酮体生成，大量甘油三酯在肝脏内积累，肝脏组织内脂肪浸润导致肝细胞受损和细胞酶释放到循环中，造成血清中AST含量显著升高[25]。Xue等人研究发现，β-羟丁酸（B-HB）含量及显著升高是由于体内脂肪酸氧化生成大量乙酰辅酶A，参与酮体合成的酶活性增强，部分乙酰辅酶A被不完全氧化成酮体，导致母羊血清中B-HB含量显著升高[16]。一般认为，钙（Ca）含量显著降低是由于妊娠晚期胎儿的快速生长，胎儿吸收母体大量营养物质，包括钙等微量元素，导致血清中钙含量极显著降低[26]。研究发现，血糖降低可能是由于母体长期营养不良、胎儿的快速生长发育对葡萄糖需求量增加或由于B-HB水平升高导致肝脏糖异生和降血糖作用降低，引起母体葡萄糖代谢紊乱，导致血糖含量降低[27, 28]。作为实验室诊断指示血酮含量指标的B-HB含量极显著升高，且平均含量为4.75 mmol/L，远高于妊娠毒血症的判定标准（≥1.6 mmol/L），可判定试验组山羊确诊为患有妊娠毒血症。

　3.2妊娠毒血症对山羊组织的影响

研究表明，营养不良是妊娠毒血症发病的重要因素之一。当妊娠母羊处于能量负平衡时，体内脂肪酸氧化和甘油三酯合成过程增强，体内脂质代谢稳态被破坏，酮体、非酯化脂肪酸和甘油三酯等物质在体内累积，可能引起母羊各组织器官发生相应的病理变化。

肝脏是山羊体内参与脂肪酸氧化、甘油三酯合成以及糖异生过程的重要器官。剖检结果表明，妊娠毒血症山羊肝脏肿大易碎，边缘肿胀圆润，表面泛黄，切面有油腻感。妊娠母羊因长期营养不良，导致机体能量供应不足，不能满足胎儿对母体葡萄糖的需求，使母体动员大量脂肪组织，促进脂肪酸氧化，为糖异生提供底物并参与供能。本次实验试验使用苏木精-伊红染色法对肝脏组织切片进行染色，观察发现患病母羊肝脏出现大面积脂肪液泡，空泡化严重；肝细胞内外均出现大量脂滴，细胞核被挤在一侧。有研究人员发现，严重限饲后的妊娠毒血症模型绵羊，解剖后发现其肝脏组织呈深黄色且脆弱，肝脏表面有局部出血和区域性脂肪变性，HE染色后发现存在大量脂肪液泡[17]。王明成等人研究发现，妊娠毒血症绵羊的肝细胞空泡化，窦状隙扩张充满红细胞，形成“槟榔肝”。中央静脉扩张充血，有的有血浆。肝细胞肿胀，胞浆内可见大小不一的圆形空泡，细胞核被挤在一侧，或细胞核周围有许多小空泡[13]。本次试验结果与前人的研究结果基本一致。肝脏组织发生脂肪变性是由于妊娠母羊长期处于能量负平衡状态，肝脏组织内脂肪酸氧化生成甘油三酯，同时非酯化脂肪酸在肝脏内酯化，大量甘油三酯在肝脏内累积，导致肝脏脂肪变性，肝细胞受损，肝功能发生障碍[17]。

瘤胃是反刍动物独特的消化器官，是迄今为止发现消化纤维素最快的“发酵罐”，在消化过程中起重要作用。羊的消化系统无法直接吸收大部分的碳水化合物，而是利用瘤胃微生物的发酵作用生成短链脂肪酸，在肝脏中又被转化为葡萄糖，这种碳水化合物代谢方式产糖效率较低，羊容易出现葡萄糖供应不足的情况[29]。将试验过程收集的瘤胃组织制片后观察发现，患有妊娠毒血症山羊的瘤胃乳头变小。之前有学者研究发现，妊娠毒血症模型山羊的瘤胃乳头变短变窄，营养不良降低了瘤胃腹侧囊内乳头的长度、宽度和表面积，乳头密度正常[19]。本次试验结果与Xue等人的研究结果相似。研究表明，营养不良会改变瘤胃细菌群落和功能特征，从而降低瘤胃能量保留，促进上皮葡萄糖和脂肪酸分解代谢以提高能量供应，并抑制瘤胃上皮细胞的增殖，使瘤胃乳头变小[18]。瘤胃是山羊体内重要的消化器官，瘤胃乳头的作用是吸收挥发性脂肪酸进入血液，胃肠道内挥发性脂肪酸的浓度可能与瘤胃乳头变小有关。

小肠组织是进行化学性消化的主要场所，也是机体最主要的吸收部位，肠绒毛的存在扩大了小肠的吸收面积。研究表明，妊娠毒血症山羊的胃肠浆膜及黏膜下多有出血性及坏死性炎症[30]。将本次剖检的各段小肠组织制片，观察发现患有妊娠毒血症山羊的小肠组织黏膜层出现大面积黏膜上皮细胞脱落，部分区域固有层裸露，固有层内肠腺排列疏松，多见弥散的淋巴细胞。十二指肠固有层内多见血管淤血扩张，而空肠段和回肠段的固有层内少见血管扩张淤血。小肠绒毛上皮细胞大面积脱落可能会影响母体对营养物质的吸收，可能会加重母体营养不良的情况。

本次试验过程中，收集患病母羊的盲肠和结肠组织。盲肠主要将小肠内未被酶分解的食物进一步消化。结肠组织主要吸收水和电解质，形成、贮存和排泄粪便。患病母羊的肠黏膜下多有出血性或坏死性炎症，但较小肠而言症状较轻。通过观察切片发现，盲肠和结肠组织肠黏膜上皮细胞有脱落迹象，出现区域性的固有层裸露，发达的大肠腺排列疏松，多见固有层内血管扩张淤血。有研究人员发现，饥饿造模后的妊娠毒血症绵羊，结肠微生物群的改变和发酵破坏了结肠上皮组织形态学，结肠组织上皮细胞排列紊乱、疏松、无规则，并且有轻度脱落的现象[19]。本试验研究结果显示，自然发病的妊娠母羊结肠出现上皮细胞脱落，与前人的研究结果相似。患病母羊临床症状出现粪便稀少，排尿次数增加可能与盲肠和结肠组织的变化相关。

妊娠毒血症的病情复杂，主要是母体内脂肪酸代谢紊乱，进而影响机体肝脏及胃肠道组织发生相应的改变。根据前人的研究发现，肝脏发生脂肪变性与体内脂肪酸氧化加速有关；瘤胃乳头变小与机体营养不良有关；结肠组织上皮形态学改变与肠道微生物群的改变有关。对于十二指肠、空肠、回肠和盲肠的形态学变化及病理变化的原因并不清楚，可能与肠道组织内微生物群落的改变和发酵有关；可能与肠道组织发生的炎症相关；也可能与因机体代谢紊乱，肠道内的发酵底物改变有关。这些猜想都需要进一步的试验来加以证明。

　4 结论

观察分析病羊的肝脏和瘤胃组织切片，发现肝脏组织内出现大量脂肪液泡，空泡化严重，瘤胃乳头变小，乳头密度不变。各肠段组织切片显示，肠道组织的黏膜层出现大面积黏膜上皮细胞脱落，部分区域固有层裸露，且固有层内可见血管扩张淤血及大量淋巴细胞浸润。

　参考文献

[1] 钟未来, 王雪莹, 李元晓, 等. 母羊妊娠毒血症发病分子机制研究进展 [J]. 黑龙江畜牧兽医, 2021, (17): 34-39.

[2] Rook J S. Pregnancy Toxemia of Ewes, Does, and Beef Cows [J]. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 2000, 16(2): 293-317.

[3] Cal-Pereyra L, Acosta-Dibarrat J, Benech A, et al. Ewe pregnancy toxemia. Review [J]. Revista Mexicana de Ciencias Pecuarias, 2012, 3(2): 247-264.

[4] Edwards L J, Mcmillen I C. Impact of Maternal Undernutrition During the Periconceptional Period, Fetal Number, and Fetal Sex on the Development of the Hypothalamo-Pituitary Adrenal Axis in Sheep During Late Gestation1 [J]. Biology of Reproduction, 2002, 66(5): 1562-1569.

[5] Marteniuk J V, Herdt T H. Pregnancy Toxemia and Ketosis of Ewes and Does [J]. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 1988, 4(2): 307-315.

[6] Brozos C, Mavrogianni V S, Fthenakis G C. Treatment and Control of Peri-Parturient Metabolic Diseases: Pregnancy Toxemia, Hypocalcemia, Hypomagnesemia [J]. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 2011, 27(1): 105-113.

[7] 曹广芝, 宋东亮, 程唯军, 等. 防治舍饲波尔山羊妊娠毒血症的体会[J]. 当代畜牧, 2003, (06): 18-19.

[8] 袁耀武, 邱小为, 邢岗. 羊妊娠毒血症的防治措施[J]. 现代畜牧科技, 2022, (04): 79-80.

[9] 王国威, 王文启, 袁岑,等. 绵羊妊娠毒血症诊疗[J]. 畜牧兽医科学, 2020, (12): 122-123.

[10] Guo C, Xue Y, Yin Y, et al. The effect of glycerol or rumen-protected choline chloride on rumen fermentation and blood metabolome in pregnant ewes suffering from negative energy balance [J]. Animal Feed Science and Technology, 2020, 268: 114594.

[11] Sigurdsson H J a V S S. Susceptibility to pregnancy disease in ewes and its relation to gestational diabetes [J]. Acta Veterinaria Scandinavica Supplementum, 1993, 89: 81-81.

[12] Herdt T H, Emery R S. Therapy of Diseases of Ruminant Intermediary Metabolism [J]. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice, 1992, 8(1): 91-106.

[13] 王明成, 何生虎. 妊娠毒血症小尾寒羊肝脏的病理组织学变化[J]. 安徽农业科学, 2007, (03): 721-722.

[14] 王明成, 何生虎. 妊娠毒血症小尾寒羊肾脏与肾上腺的病理组织学变化[J]. 中国草食动物, 2006, (06): 53-54+35.

[15] 王明成. 小尾寒羊妊娠毒血症病理变化与发病机理的研究[D]; 宁夏大学, 2005.

[16] 王明成, 何生虎. 小尾寒羊妊娠毒血症的中枢神经组织病理学观察[J]. 中国兽医杂志, 2007, (07): 53-54.

[17] Xue Y F, Guo C Z, Hu F, et al. Molecular mechanisms of lipid metabolism disorder in livers of ewes with pregnancy toxemia [J]. Animal, 2019, 13(5): 992-999.

[18] Xue Y, Lin L, Hu F, et al. Disruption of ruminal homeostasis by malnutrition involved in systemic ruminal microbiota-host interactions in a pregnant sheep model [J]. Microbiome, 2020, 8(1): 1-14.

[19] Xue Y, Hu F, Guo C, et al. Undernutrition shifted colonic fermentation and digest-associated bacterial communities in pregnant ewes [J]. Applied Microbiology Biotechnology, 2020, 104(13): 5973-5984.

[20] 托西拉·切德甫. 羊妊娠毒血症的发病原因、临床症状、诊断和防治[J]. 现代畜牧科技, 2021, (04): 100-101.

[21] Kulcsár M, Dankó G, Delavaud C, et al. Endocrine characteristics of late pregnant hyperketonaemic ewes and their reproductive performance following the induction of ovarian cyclicity out of the breeding season [J]. Acta Veterinaria Hungarica, 2006, 54(2): 235-249.

[22] 杨改青, 王林枫, 廉红霞, 等. 杜仲叶影响绵羊血清代谢组学的研究[J]. 中国畜牧兽医, 2017, 44(07): 1915-1924.

[23] 何生虎, 王明成. 绵羊妊娠毒血症部分生化指标的测定[J]. 中国兽医杂志, 2007, (07): 51-52.

[24] Souto R J, Afonso J A, Mendonça C L, et al. Biochemical, endocrine, and histopathological profile of liver and kidneys of sheep with pregnancy toxemia [J]. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2019, 39: 780-788.

[25] Vijayanand V, Balagangatharathilagar M, Gnanaraj P T, et al. Diagnostic indicators and therapeutic evaluation of clinical pregnancy toxaemia in goats [J]. Entomol Zool Stud, 2021, 9(2): 1110-1119.

[26] 徐楠. 皖北地区羊妊娠毒血症病因调查及生化指标分析[D]; 安徽农业大学, 2019.

[27] Anthony A. Pregnancy toxaemia in the ewe [J]. In Practice, 1997, 19(6): 306-314.

[28] Christina Schlumbohm J H. Twin-pregnancy increases susceptibility of ewes to hypoglycaemic stress and pregnancy toxaemia [J]. Research in Veterinary Science, 2008, 84(2): 286-299.

[29] B L D. Changes in the pattern of glucose metabolism in growth, pregnancy and lactation in ruminants [J]. Proceedings of the Nutrition Society, 1971, 30(3): 272-277.

[30] 传卫军. 湖羊妊娠毒血症的诊治[J]. 中兽医医药杂志, 2019, 38(06): 94-95.

致谢

时光如梭，转眼间我的大学生活就已经步入尾声。

首先，我要对所有的老师，尤其是老师表示由衷的感谢。本文的选题、资料的收集、研究方法的制定和最后的完成，都离不开老师的大力支持。在这个项目的研究中，当我遇到问题的时候，都能得到老师的帮助。其次，我要向各位师兄师姐在试验过程中和论文撰写过程中给予的帮助表示衷心的感谢。我也要向周围的同学、朋友表示衷心的感谢。在学习过程中，我们相互鼓励；在日常生活中，我们彼此关心，互相帮助。我的大学生活也因有了你们的支持而变得更加美好。最后，感谢父母和家人们对我的关心与支持。

至此，我的本科生活也就到此为止了。我要再次向各位老师、朋友和师兄师姐表示衷心的感谢，并祝愿各位万事胜意。

山羊妊娠毒血症组织学变化观察

价格 ¥9.90 发布时间 2023年9月19日

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